K1: Evalúa la información obtenida empleando un sentido crítico y establece hipótesis de trabajo K2: Recopila conocimientos en diversos aspectos necesarios para el desarrollo de actividades profesionales. K30: Conoce las diferentes técnicas de microscopía (óptica, electrónica...). Preparación de muestras y toma de imagen. Análisis computacional de imágenes. S1: Utiliza diferentes técnicas para encontrar, manejar e integrar la información digital disponible. S2: Prepara informes para comunicar de forma efectiva los conocimientos, objetivos y resultados de proyectos ante auditorios especializados y no especializados. S3: Maneja las herramientas básicas que permiten analizar los datos experimentales y estructurales de las diferentes áreas de la Biomedicina. S10: Aplica técnicas de análisis macroscópicos, microscópicos y técnicas de imagen a la morfología y estructura de tejidos, órganos y sistemas. C1: Participa en las actividades de grupos integrados de trabajo científicos. C2: Emplea los conocimientos adquiridos para la resolución de conflictos, aprendizaje, trabajo en equipo y los procesos de negociación. C3: Acepta el rol de estudiante como profesional del aprendizaje fomentando la convivencia cívica universitaria. C4: Demuestra un comportamiento profesional adecuado, identificando los grandes principios bioéticos.

1. Fundamentos de microscopía y principios de óptica. Espectro electromagnético, longitud de onda. Reflexión y refracción. Resolución. Lentes y aberraciones. 2. Principios de microscopía óptica. El microscopio óptico: Componentes mecánicos y ópticos. Aumento vs. resolución. Distancia focal y distancia de trabajo. Tipos de iluminación. Microscopía de campo claro. Microscopía de campo oscuro. Contraste de fases. Luz polarizada. Contraste interferencial. 3. Preparación de muestras para microscopia óptica. Fijación y conservación de la muestra. Tipos de tinción. Inclusión y montaje de las muestras. 4. Microscopía de fluorescencia/Microscopía confocal. Propiedades de la fluorescencia. Microscopios de fluorescencia. Características de los fluorocromos. Características del microscopio confocal convencional y espectral. Aplicaciones de la microscopía confocal. 5. Captación de la imagen. Parámetros de captación. 6. Microscopía Confocal en 3D y análisis. Resolución de la imagen. Procesamiento de imágenes. Reconstrucción 3D. Tipo de proyecciones. 7. Microscopía Confocal in vivo. Sistemas de incubación. Condiciones ambientales. Autofluorescencia. Fototoxicidad. Condiciones de captación. Marcaje en células vivas. Aplicaciones. 8. Preparación de muestras para fluorescencia. Tipos de fijación. Protocolos de marcaje Montaje de las muestras. 9. Fundamentos de microscopía electrónica. Lentes electromagnéticas. Sistemas de vacío. Tipos de filamentos. 10. Microscopía electrónica de barrido (SEM). Tipos de columna y lentes. Detectores de imagen. Espectroscopía por Dispersión de Rayos-X (EDS). Microscopios ambientales. Ejemplos y aplicaciones. 11. Microscopía electrónica de transmisión (TEM). Columna y lentes electromagnéticas. Aberraciones. Sistemas de detección. Cámaras CCD. Detectores analíticos. 12. Preparación de muestras para SEM y TEM. Metalizados: Sputtering y evaporados. Secado por punto crítico. Métodos de tinción.

CLASES PRESENCIALES MAGISTRALES CLASES PRESENCIALES: REDUCIDOS (TALLERES, SEMINARIOS, CASOS PRÁCTICOS) TRABAJO INDIVIDUAL DEL ALUMNO SESIONES DE LABORATORIOS EXAMEN FINAL SEMINARIOS Y LECCIONES MAGISTRALES CON APOYO DE MEDIOS INFORMÁTICOS Y AUDIOVISUALES APRENDIZAJE PRÁCTICO BASADO EN CASOS Y PROBLEMAS Y RESOLUCIÓN DE EJERCICIOS TRABAJO INDIVIDUAL Y EN GRUPO O COOPERATIVO CON OPCIÓN A PRESENTACIÓN ORAL O ESCRITA. TUTORÍAS INDIVIDUALES Y EN GRUPO PARA RESOLUCIÓN DE DUDAS Y CONSULTAS SOBRE LA MATERIA. PRÁCTICAS Y ACTIVIDADES DIRIGIDAS DE LABORATORIOS